【摘要】牙本質基質蛋白-1是牙發育過程中一種非常重要的非膠原性基質蛋白，對牙本質的形成和礦化起著重要的作用，但其具體的作用機制有待于進一步的研究。下面就牙本質基質蛋白-1的表達定位、基因結構、生物學功能以及表達調控因素作一綜述。

【關鍵詞】牙本質基質蛋白-1;表達定位;基因結構;生物學功能

早在1993年，George等^①在篩選3周齡S-D大鼠切牙成牙本質細胞牙髓復合體的cDNA文庫時發現了牙本質基質蛋白(dentinmatrixprotein，DMP)-1。該蛋白屬于細胞外基質蛋白的小整聯蛋白結合配體N端聯結糖蛋白家族。DMP-1富含天門冬氨酸、絲氨酸和谷氨酸，是一種分泌性磷酸化蛋白，其組成介于骨酸性蛋白和牙本質磷蛋白之間。諸多研究證實，DMP-1是牙本質形成和礦化的重要的基質蛋白。

1、牙本質基質蛋白-1的表達定位

1.1 牙本質基質蛋白-1的組織表達定位

起初，許多學者認為Dmp-1只表達于牙中，是牙本質特異性蛋白，爾后隨著研究的逐漸深入，在其他組織中也檢測到dmp-1mRNA的表達。自從在成熟的牙本質細胞中發現dmp-1mRNA的表達后，在成牙本質細胞、成釉細胞、成骨細胞和成牙骨質細胞中也檢測到了dmp-1的轉錄物，即在其他礦化組織中，如釉質、骨、牙骨質中有Dmp-1的表達。另外，Dmp-1也表達于腦、胰島以及腎臟的小管上皮、遠端小管和亨勒環中。Hirst等^②在對腦、骨以及成牙本質細胞的轉錄物表達水平的比較中發現，Dmp-1表達水平最高的是腦，其次是骨和成牙本質細胞。胎牛腦中的Dmp-1表達可能是一過性的，隨著其生長和發育，Dmp-1在胎牛腦中的表達消失或降低。值得關注的是，Dmp-1也表達于癌性病損組織^③。

1.2 牙本質基質蛋白-1的時空表達定位

目前，有關Dmp-1時空表達定位的研究主要集中于牙和骨組織中。不同片段的DMP-1啟動子在不同的細胞中活性不同，譬如在人牙髓干細胞和成骨細胞等礦化細胞中活性較強，而在海拉細胞(子宮頸癌上皮細胞株)等非礦化細胞中活性最低^④。對Dmp-1在大鼠牙組織中的研究發現，Dmp-1在大鼠磨牙的整個發育階段都有表達^⑤。在2周齡大鼠的前期牙本質中，可檢測到Dmp-1的免疫反應，即在成牙本質細胞中有Dmp-1的表達q。隨著時間的延長直到第5周，Dmp-1的表達逐漸增強。dmp-1mRNA在成牙本質細胞中的陽性表達始于其分化的分泌期，呈由牙尖到牙頸部的遞q增模式，而對于成熟期的成牙本質細胞，dmp-1mRNA的表達則降至基礎水平。當用酪氨酸激酶拮抗劑抑制Dmp-1磷酸化時，Dmp-1只在釉質中表達，在成牙本質細胞中則沒有表達。

Massa等^⑥應用高分辨率的免疫組q化法研究了牙生成早期Dmp-1的時空表達定位。超微結構顯示Dmp-1出現于牙生成的早期，且定位于分化中的成牙本質細胞的高爾基復合體和細胞核。當礦化由基質小泡發展到周圍基質的晚期時，在細胞外的礦化小球周圍也可檢測到Dmp-1。在高度礦化的層狀牙本質區，Dmp-1主要見于管周牙本質以及牙本質與前期牙本質之間的礦化前沿。

dmp-1mRNA連續性的表達，緣于下頜骨處于不斷地改建之中。Kamiya等^⑦的研究，讓人們對大鼠下頜骨骨形成過程中dmp-1mRNA的表達有了進一步的了解。在胚胎的第15天，dmp-1mRNA的表達只局限于若干成骨細胞;在胚胎的第16～18天，dmp-1的表達隨成骨細胞的增加而增加;在胚胎的第20天，其表達亦見于骨細胞，且表達一直持續到第90天的成熟個體。而在成骨細胞中，dmp-1的表達僅見于大鼠出生后的第14天且呈一過性。在骨折愈合過程中，dmp-1mRNA的q表達與下頜骨形成過程中dmp-1mRNA的表達略有不同。在軟骨成骨和膜內成骨過程中，dmp-1mRNA強烈表達于骨痂的前骨細胞和骨細胞。在膜內成骨中，少量表達Dmp-1的細胞見于一小簇肥大軟骨細胞;然而，表達Dmp-1的細胞不肥大。推測該細胞可能是埋于骨或軟骨基質的成骨細胞q系細胞。dmp-1mRNA及其蛋白的表達升高直至骨折后2周骨痂形成，在以后的骨痂改建中表達降低。

2、牙本質基質蛋白-1的基因結構

George等^①發現，dmp-1的翻譯區長2770bp，編碼489個氨基酸殘基，其中信號肽的裂解位點位于第16個氨基酸殘基的位置。除了信號肽序列，推導的分泌性Dmp-1氨基酸組成中酸性氨基酸遠多于堿性氨基酸。dmp-1cDNA3′非翻譯區有1000bp和1個多腺苷酸化信號。重組體Dmp-1的相對分子質量為5.3×104，而體外培養的前牙牙本質中的Dmp-1的相對分子質量為6.1×104。Dmp-1有一個N-糖基化位點(340～342)和一個精氨酸-甘氨酸-天冬氨酸(Arg-Gly-Asp，RGD)黏附序列(337～339)。

人以及牛、鼠的dmp-1有一些高度保守區，如疏水的16-氨基酸殘基信號肽，與細胞黏附有關的RGD序列，數個可能是酪蛋白激酶Ⅰ、Ⅱ磷酸化位點的絲氨酸殘基等。人dmp-1定位于染色體4q21上，其5′端有99bp的非編碼區(untranslatedregion，UTR)，1539bp組成的開放閱讀框，編碼513個氨基酸殘基構成的強酸性蛋白：絲氨酸、谷氨酸和天門冬氨酸分別占21.4%、15.6%和12.1%。其3′端有1041bp的UTR，包括一個聚腺苷酸化信號。人的dmp-1由6個外顯子和5個內含子構成。外顯子1包括一個78bp的UTR;外顯子2包括一個21bp的UTR，編碼18個氨基酸，其中包括由16-氨基酸殘基構成的信號肽和N端的2個氨基酸;外顯子3～5分別長48、33和48bp，它們分別編碼16、11和16個氨基酸;外顯子6長1320bp，編碼RGD序列、終止子等453個氨基酸。

骨細胞外基質含起源于短鏈dmp-1，即37～57kb的片段。有關胰蛋白酶肽序列分析表明，37kb片段源于dmp-1的N末端(sub2)，57kb片段源于C末端。磷酸鹽分析表明，37kb片段含有12個磷酸鹽，57kb片段有含有41個磷酸鹽。從37kb片段得到的兩種肽缺乏C末端賴氨酸或精氨酸，取而代之的則以苯丙氨酸和絲氨酸結尾。源于57kb片段的N末端的2種肽，起始于天冬氨酸(sup218和sup222)。這些發現表明，Dmp-1在苯丙氨酸(sup173)-天冬氨酸(sup174)、絲氨酸(sup180)-天冬氨酸(sup181)、絲氨酸(sup217)-天冬氨酸(sup218)和谷氨酰胺(sup221)-天冬氨酸(sup222)4個帶上可進行蛋白水解，形成8個片段。天冬氨酰殘基(sub2)N末端肽帶斷裂位點的一致性表明，蛋白水解過程僅涉及單個蛋白水解酶，并假定其分裂由X染色體上磷酸鹽調節基因中性肽鏈內切酶(phosphateregulatinggenewithhomologiestoendopeptidaseontheXchromosome，PHEX)催化。

3、牙本質基質蛋白-1的生物學功能

Dmp-1在牙胚發育過程中具有誘導成牙本質細胞分化和分泌，啟動牙本質礦化和充當細胞間信號分子等作用。未分化的間充質細胞在特定信號分子作用下可分化為成牙本質樣細胞^⑧⑨。在多潛能細胞和間充質源性細胞，如C3H10T-1/2、MC3T3-E1和RPC-C2A中過表達Dmp-1，可誘導這些細胞分化并形成成牙本質細胞樣細胞。體外礦化結節形成試驗證實，體外過表達Dmp-1的細胞能夠誘導分化和促進礦化結節的形成。在牙本質牙髓復合體中，Dmp-1對未分化間充質細胞起著形態發生蛋白的作用。在膠原基質、成牙本質細胞特異性標志和鈣化沉積物的共同作用下，這些分化成熟的細胞可產生牙本質樣組織。

Dmp-1雖然不是小鼠骨和牙發育早期所必須的，但卻是早期成牙本質細胞所必須的，在成熟的牙本質細胞中的持續表達對正常的牙生成也是不可缺少的。Dmp-1是成牙本質細胞分化、牙本質小管系統的形成和牙本質礦化的重要調控因子^⑩。2005年，Lu等^⑾在測定了dmp-1的2.4kb和9.6kb啟動子區的DNA片段后發現，2.4kb成熟片段的dmp-1啟動子在牙生成早期發揮作用，而2.4～9.6kb片段間的啟動子區域包含牙生成后期dmp-1表達的控制域。對于出生后的小鼠骨和牙發育來說，dmp-1的表達更是不可或缺的^⒀。dmp-1缺失的小鼠出生后3d到1年，牙發育出現了前牙牙本質礦化障礙，牙腔擴大，牙本質層厚度變薄、前牙牙本質區增寬，礦化不足等重要的表型特征。由于這些表現與牙本質涎磷蛋白(dentinsialophosphoprotein，DSPP)基因缺失小鼠的表現驚人的相似，因此許多學者推測在牙生成中Dspp可能受Dmp-1的調節^⒀⒁。在成牙本質細胞分化早期，Dmp-1位于其核內，可特異性地與dspp啟動子結合，激活dspp的轉錄。染色質免疫沉積法也證實了體內dmp-1和dspp啟動子相互關聯。

Dmp-1具有鈣結合能力，可調節羥磷灰石的成核作用，從而啟動其礦化過程^⒂⒄。Dmp-1的特異性結合以及其他非膠原蛋白在膠原纖維上的沉積，是膠原基質的形成和礦化的關鍵步驟。然而，并非每一種形式的Dmp-1都可調節羥磷灰石的成核作用^⒅。天然形式、完整的Dmp-1抑制其礦化，而裂解的或去磷酸化的Dmp-1則可啟動其礦化過程。高度磷酸化的C末端相對分子質量為5.7×104的片段是羥磷灰石的成核物。體外無磷酸化的重組蛋白也是羥磷灰石的成核物，磷酸化的重組Dmp-1對羥磷灰石的形成和生長無影響。

Dmp-1不僅調節骨和牙的礦化，也調節體內磷的穩定^⒅。Dmp-1缺失的個體會出現常染色體顯性和隱性遺傳低磷性佝僂病以及骨軟化癥，并伴隨獨立的腎磷流失與成纖維細胞生長因子-23水平的升高。常染色體隱性遺傳性低磷性佝僂病dmp-1基因的突變，影響其起始密碼子，下一代7個堿基對缺失打亂了Dmp-1高度保守的C末端，可引起牙生成缺陷和高骨量表型。故推測其可能存在一個引導礦化機制的骨-腎軸，但對于Dmp-1如何調節磷的自身穩定的機制還不清楚。

此外，Dmp-1是出生后軟骨形成以及后續成骨作用所必須的，在骨痂礦化中起著重要的作用。Dmp-1在一些軟組織中的表達，使得人們推測Dmp-1除了調節礦化作用外可能還有其他功能^⒇。

4、牙本質基質蛋白-1的表達調控

Dmp-1的表達受多種細胞因子、酶等因素的調控，其具體的機制有待于進一步研究。

地塞米松在時間和劑量上可使Dmp-1表達升高，糖皮質激素拮抗劑RU486顯著地抑制其表達。地塞米松通過激活核心結合因子(corebin-dingfactor，Cbf)-α1來刺激Dmp-1的表達。然而，外源性的Cbf-α1過高表達卻抑制dmp-1mRNA的表達，原因可能在于地塞米松激活了Cbf-α1抑制Dmp-1表達的某些因素。許多研究發現，促絲裂原激活蛋白激酶(mitogen-activatedproteinkinasephosphatase，MKP)-1可通過降低Cbf-α1的磷酸化來影響地塞米松誘導的成骨細胞分化。在地塞米松處理的C26細胞轉錄事件中，盡管MKP-1可增加Cbf-α1的DNA結合活性，Dmp-1的表達可能還需要MKP-1和其他因素的共同作用來激活。

巨噬細胞集落生成因子-1(colony-simulatingfactor-1，CSF-1)是單核巨噬細胞系細胞重要的調控分子，高表達于礦化組織，可能直接或間接地調控Dmp-1的表達。

2002年，Narayanan等通過對轉錄因子c-Fos和c-Jun(AP-1)調節dmp-1轉錄的研究發現，c-Fos和c-Jun對骨細胞的終極分化并無重要的作用。隨后，他們又證實了在骨細胞分化中JunB轉錄調控dmp-1的表達。在礦化過程中，JunB與p300相互作用并調節dmp-1啟動子的活性;而且，JunB第79絲氨酸位點的磷酸化是與p300相互作用所必須的。p300組蛋白乙酰轉移酶的固有活性在調節dmp-1的表達中也起著重要的作用。

有學者推測，BMP-1-tolloid樣蛋白水解酶和PHEX參與Dmp-1的蛋白水解過程。Steiglitz等已經成功地用BMP-1-tolloid樣蛋白水解酶將全長的Dmp-1水解為不同的片段，大小與從骨內分離出來的相似，并且證實，從小鼠胚胎中提取的成纖維細胞如果缺乏這種水解酶，Dmp-1的處理過程就會發生缺陷。BMP-1-tolloid樣蛋白水解酶對Dmp-1的蛋白水解加工在礦化組織過程中具有重要的作用。

Dmp-1在組織中的表達十分廣泛，其基因結構也已基本明確。Dmp-1對牙和骨的發育有重要的作用，但對于其功能的了解還不深入，Dmp-1的調控因素和基質也需要進一步的研究。

【參考文獻】

[1]George A,Sabsay B,Simonian PA,et al.J Biol Chem,1993,268(17):12624-12630.

[2]Hirst KL,Ibaraki-O′Connor K,Young MF,et al.J Deqnt Res,1997,76(3):754-760.

[3]Toyosawa S,Tomita Y,Kishino M,et al.Mod Pathol,2004,17(5):573-578.q

[4]逢鍵梁,吳補領,張亞慶,等.華西口腔醫學雜志,2006,24(2):148-152.

[5]Baba O,Qin C,Brunn JC,et al.Matrix Biol,2004,23(6):371-379.

[6]Massa LF,Ramachandran A,George A,et al.Histochem Cell Biol,2005,124(3/4):197-205.

[7]Kamiya N,Takagi M.Histochem J,2001,33(9/10):545-552.

[8]Narayanan K,Srinivas R,Ramachandran A,et al.Proc Natl Acad Sci U S A,2001,98(8):4516-4521.

[9]Almushayt A,Narayanan K,Zaki AE,et al.Gene Ther,2006,13(7):611-620.

[10]Lu Y,Ye L,Yu SB,et al.Dev Biol,2007,303(1):191q-201.

[11]Lu Y,Zhang SB,Xie YX,et al.Cells Tissues Organs,2005q,181(3/4):241-247.

[12]Feng JQ,Huang H,Lu Y,et al.J Dent Res,2003,82(10):776-780.

[13]Ye L,MacDougall M,Zhang S,et al.J Biol Chem,2004,27qq9(18):19141-19148.

[14]Narayanan K,Gajjeraman S,Ramachandran A,et al.J Biol Chem,2006,281(28):19064-19071.

[15]He G,Dahl T,Veis A,et al.Connect Tissue Res,2003,44(Suppl 1):240-24q5.

[16]He G,George A.J Biol Chem,2004,279(12):11649-q11656.

[17]He G,Gajjeraman S,Schultz D,et al.Biochemistry,2005,44(49):16140-16148.

[18]Tartaix PH,Doulaverakis M,George A,et al.J BiolChem,2004,279(18):18115-18120.

[19]Feng JQ,Ward LM,Liu S,et al.Nat Genet,2006,38q(11):1310-1315.

[20]Terasawa M,Shimokawa R,Terashima T,et al.J Bone Miner Metab,2004,22(5):430-438.

[21]Narayanan K,Ramachandran A,Hao J,et al.Connect Tissue Res,2002,43(2/3):365-371.

[22]Steiglitz BM,Ayala M,Narayanan K,et al.J Biol Chem,2004,279(2):980-986.